НОВОСТИ   БИБЛИОТЕКА   ЭНЦИКЛОПЕДИЯ   КАРТА САЙТА   ССЫЛКИ   О САЙТЕ
	География    Народы мира    Лесоводство    Животные    Птицы    Рыбы    Беспозвоночные    ГЛАВА III: БИОХИМИЧЕСКИЙ МЕХАНИЗМ СТИМУЛИРУЮЩЕГО ДЕЙСТВИЯ РОДИОЛЫ (ГЛАВА III НАПИСАНА СОВМЕСТНО С Б. Ю. САЛЬНИК.) 1. ВЛИЯНИЕ РОДОЗИНА И ПИРИДРОЛА НА ЭНЕРГЕТИЧЕСКОЕ ОБЕСПЕЧЕНИЕ МЫШЕЧНОЙ ДЕЯТЕЛЬНОСТИ Успехи, достигнутые в последние годы молекулярной биологией и биохимической фармакологией, позволили перейти от описательной характеристики изменений процессов обмена веществ при различных физиологических и патологических состояниях организма к раскрытию внутренних механизмов, лежащих в основе их регуляции. В связи с этим появилась возможность направленной регуляции метаболизма с помощью фармакологических агентов для создания лучших условий жизнедеятельности организма. Весьма важное значение направленная регуляция обмена веществ приобретает в борьбе с утомлением. Как известно, утомление возникает вследствие нарушения нейрогуморальных взаимоотношений периферии с центральной нервной системой (ЦНС) при ведущей роли последней. Процесс формирования утомления связан с развитием охранительного торможения в мозге, которое способствует восстановлению энергетического потенциала организма. Биохимические факторы, лимитирующие работоспособность, по их локализации можно разделить на 3 группы, связанные друг с другом по своему генезу (Н. Н. Яковлев, 1970). Это биохимические изменения в ЦНС, в работающих мышцах и нервно-мышечных синаясах и, наконец, во внутренней среде организма. Биохимические изменения в ЦНС обусловлены как самим процессом двигательного возбуждения, так и проприо-цептивной им пульсацией с периферии, а изменения, происходящие в мышцах, — их работой и трофическими влияниями нервной системы. Общей чертой утомления, лимитирующего работоспособность, является нарушение баланса АТФ и угнетение активности ряда ферментных систем, прежде всего ферментов окислительного цикла, а в мышцах и АТФ-азы. Таким образом, при мышечном утомлении ограничивается как аккумуляция-энергии в макроэргических связях АТФ, так и трансформирование химической энергия АТФ в специфическую энергию функции — механическую энергию мышечных сокращений (см.: Н. Н. Яковлев, 1970). Основным способом повышения работоспособности и борьбы с наступающим утомлением является физиологическа адаптация организма к повышенной функциональной деятельности. Она может быть достигнута тренировкой, т. е. систематическими мышечными упражнениями, которые приспосабливают организм к выполнению работы большей длительности и интенсивности. Сущность этой адаптации заключается в расширении под влиянием тренировки резервных функциональных возможностей организма и увеличении способности к более полной их мобилизации (Н. Н. Яковлев, 1967). По мнению Ф. 3. Меерсона (1973), вызываемый физической нагрузкой дефицит макроэргов является сигналом, который активирует генетический аппарат клеток. Активация протекает в первую очередь по линии увеличения биогенеза митохондрий и повышения мощности системы окислительного ресинтеза АТФ на единицу массы тканей. В результате дефицит АТФ устраняется и развивается устойчивая адаптация к физической нагрузке. Наряду с повышением работоспособности организма путем мышечной тренировки ведутся поиски биологически активных веществ, с помощью которых можно быстро достигнуть аналогичных результатов — эффект так называемой «срочной адаптации» — благодаря воздействию на основные регуляторные механизмы, участвующие в развитии утомления. Поскольку при переходе от состояния физиологического покоя к функциональной активности в скелетных мышцах наступают значительные изменения интенсивности тканевого дыхания и генерации макроэргических фосфорных соединений (С. Е. Северин, 1959), следует признать, что в основе такого направленного воздействия на процессы метаболизма скелетных мышц во время их функциональной активности должна лежать регуляция поставляющих энергию реакций, что позволяет создать лучшие условия как для выполнения самой работы, так и для пластического обмена в восстановительный период. Эти соображения послужили нам основанием совместно с Э. А. Дамбуевой и Т. А. Ревиной исследовать в экспериментах на 1200 белых крысах весом 120—140 г возможность использования препаратов родиолы и пиридрола для регуляции продуцирующих энергию реакций и увеличения энергетического потенциала организма во время дозированной мышечной работы. Предполагалось, что такое исследование поможет понять биохимический механизм выявленных нами различий во влиянии родиолы как представителя группы женьшеня и синтетических психостимуляторов типа фенамина-пиридрола на течение восстановительного периода после физической нагрузки (см. гл. II). Поскольку мышечная деятельность различной длительности и интенсивности приводит к неодинаковым биохимическим изменениям в организме, изучаемые показатели обмена веществ в скелетных мышцах, головном мозге, печени и крови исследовали в состоянии относительного покоя и после дозированной мышечной нагрузки — плавание в аквариуме при температуре воды 28—30° в течение 15 минут (С дополнительным грузом 7 г.) (кратковременная работа, протекающая в условиях недостаточного обеспечения кислородного запроса организма), 2 часов («устойчивое состояние» метаболических процессов) и 5 часов (плавание, приводящее к значительному утомлению). Исследуемые препараты в оптимально-стимулирующих динамическую работоспособность крыс дозах (родозин — 0,2 мл/100 г, пиридрол — 0,1 мг/100 г) вводили подкожно: животным, находившимся в состоянии физиологического покоя или плававшим в течение 15 минут, за 1 час до исследования; при 2- и 5-часовом плавании перед помещением их в аквариум. В контроле инъецировали соответствующее количество физиологического раствора. После декапитации мышцы и печень быстро замораживали в жидком воздухе. При исследовании головного мозга крыс в зависимости от исследуемых показателей либо декапитировали, либо погружали головой в жидкий воздух, после чего вскрывали черепную коробку и извлекали оба полушария (без мозжечка и обонятельных долей). О состоянии энергетического обмена судили по содержанию лабильного фосфата АТФ + АДФ (Н. П. Мешкова, С. Е. Северин, 1950), отдельных компонентов адениловой системы (В. А. Рогозкин, А. И. Комкова, 1961) и креатинфосфата (А. М. Алексеева, 1951) в скелетных мышцах и головном мозге; гликогена в печени, мышцах (Seifter, 1950) и мозге (Kerr, 1932); сахара (по методу Хагедорна и Йенсена — С. Д. Балаховский, И. С. Балаховский, 1953) и пировиноградной кислоты (по методу Фридмена и Хауджена в модификации Миллер-Шибановой — А. М. Петрунькина, 1961) в крови, а также сахара в мозге (по методу Фудзита-Иватаке в модификации Дюмазера — А. М. Петрунькина, 1961); молочной кислоты (Вагкег, Зиттегзоп, 1941) в крови, мышцах и мозге; общих липидов (по методу Ргапке — И. Тодоров, 1963), фосфолипидов (С. Д. Балаховский, И. С. Балаховский, 1953; И. Е. Захарова, 1952) и неэстерифицированных жирных кислот (В. А. Шатерников и Л. А. Савчук, 1964) в крови. Определяли активность сукцинатоксидазной и цитохромной систем (А. С. Саратиков, 1966) в мышцах и мозге; фосфорилазы (Embden, Habs, 1927) в печени и мышцах; гексокиназы (Ю. М. Помыткин, 1964) в мышцах и мозге; липолитическую активность жировой ткани (Gordon Cherkes, 1958). В митохондриях, выделенных из скелетных мышц и мозга методом дифференциального центрифугирования, исследовали интенсивность дыхательного фосфорилирования. Мышечную кашицу гомогенизировали в течение 60 секунд в среде выделения (Chappel, Perry, 1954). Ядра и обломки клеток удаляли центрифугированием на холоду (10 мин. при 600 g). Из центрифугата выделяли митохондрии (10 мин. при 9000 g), которые ресуспендировали и повторно осаждали при 9000 g (10 мин.). Все процедуры проводили при температуре 0°+2°. Пробы содержали митохондрии, выделенные из 1,5 г мышц, и инкубационную среду следующего состава (в мкМ/проба): фосфат калия — 30, хлорид магния — 10, хлорид калия — 50, АТФ — 3, глюкоза — 50, α-кетоглютарат — 20 или смесь глютаминовой и яблочной кислот — по 5; кристаллическая гексокиназа — 1 мг. Выделение митохондрий из ткани головного мозга проводили в 0,3 М сахарозе (1:7). Ядра и обломки клеток удаляли центрифугированием в течение 15 мин. при 600 g, митохондрии осаждали при 9000 § (15 мин.) с последующим промыванием при 12000 g. Пробы содержали митохондрии, выделенные из 1 г мозга, и инкубационную среду (в мкМ): фосфат калия — 20, хлорид магния — 40, хлорид калия — 50, АТФ — 4, глюкоза — 110, сукдинат натрия — 30 или смесь глютаминовой и яблочной кислот — по 5; гексокиназа — 1 мг. В пробах измеряли поглощение кислорода манометрическим методом и убыль неорганического фосфата (М. Н. Кондрашова и соавт., 1965) в процессе инкубации (20 мин. для митохондрий мышц и 30 мин. для митохондрий мозга при 26°). Кроме того, определяли оптическую плотность взвеси митохондрий (Cleland, 1952), дыхательный контроль (Lardy, Wellman, 1952), активность НАД, Н2-оксидазы (М. А. Лукоянова, В. И. Бирюзова, 1965) и АТФ-азы митохондрий (В. П. Скулачев, 1962). Введение родозина и пиридрола крысам, находящимся в условиях физиологического покоя, существенно не влияет на содержание аденозинтрифосфорной, аденозиндифосфорной кислот и гликогена в скелетных мышцах (табл. 9). Не изменяется активность НАД. Н2-оксидазной, цитохромной и сукцинатоксидазной систем (табл. 10), а также интенсивность аэробного окислительного фосфоршшрования (табл. 11). Вместе с тем наступает усиление гликолитических процессов (табл. 12), на что указывает увеличение концентрации молочной кислоты в мышцах (соответственно на 66 и 113%) и в крови (на 13 и 17%). По-видимому, активация родозином и пиридролом гликолиза обусловлена увеличением расходования гликогена печени и использованием в качестве субстрата гликолитического расщепления глюкозы крови. В пользу этого предположения свидетельствует снижение уровня гликогена в печени (соответственно на 19 и 20%), гипергликемия, а также повышение активности гексокиназы мышц (на 58 и 49%) и фосфорилазы печени, направленной в сторону распада гликогена (на 26 и 39%). Таблица 9. Влияние родозина на содержание фосфатных макроэргов в скелетных мышцах крыс при мышечной деятельности различной длительности (средние из 5-7 определений) Условия опыта КФ Лаб. фосфат АТФ+АДФ АТФ АДФ АМФ АТФ/АДФ мг % мкМ/г ткани Контроль В покое 38,3±1,6 33,4±0,8 4,78±0,14 0,66±0,06 0,55±0,02 7,2 15 мин. плавания Рф 21,6±1,7 0,000 29,7±1,0 0,008 3,71±0,11 0,000 0,70±0,03 0,55 0,44±0,05 0,56 5,3 2 час. плавания Рф 30,9±2,3 0,02 31,9±1,6 0,43         5 час. плавания Рф 24,0±1,2 0,000 26,1±1,0 0,000 3,94±0,15 0,001 0,88±0,08 0,048 0,53±0,02 0,49 4,4 Родозин В покое Рк 35,6±1,0 0,18 33,7±1,1 0,88 4,52±0,19 0,29 0,68±0,02 0,92 0,50±0,05 0,38 6,7 15 мин. плавания Рф Рк 29,0±1,2 0,001 0,003 31,4±1,0 0,16 0,27 4,25±0,22 0,34 0,046 0,65±0,08 0,69 0,41 0,40±0,03 0,12 0,49 6,5 2 час. плавания Рф Рк 37,2±2,1 0,51 0,04 32,2±1,8 0,45 0,84         5 час. плавания Рф Рк 34,4±2,1 0,63 0,004 30,1±0,9 0,69 0,002 4,60±0,0,09 0,69 0,002 0,65±0,04 0,84 0,000 0,46±0,01 0,43 0,008 7,0 Пиридрол В покое Рк 31,7±1,3 0,008 32,2±0,9 0,34 4,64±0,26 0,56 0,71±0,06 0,56 0,45±0,02 0,000 6,6 15 мин. плавания Рф Рк 24,2±1,8 0,000 0,34 27,7±1,5 0,023 0,18 3,80±0,21 0,039 0,69 0,72±0,08 0,92 0,92 0,53±0,08 0,34 0,32 5,2 5 час. плавания Рф Рк 24,1±1,0 0,000 0,34 23,4±0,8 0,000 0,056 3,97±0,17 0,058 0,92 0,74±0,06 0,69 0,18 0,46±0,01 0,69 0,012 5,3 (Примечание. Здесь и в других таблицах: Рф - вероятность случайности различий при сравнении с исходным фоном, Рк - при сравнении с соответствующим контролем.) Таблица 10. Влияние родозина на активность ферментов скелетных мышц и фосфорилазы печени крыс при мышечных нагрузках (средние из 7-10 определений). Условия опыта Скелетные мышцы Печень сексокиназа сукцинат-оксидаза цитохром-оксидаза НАД. Н2-оксидаза АМФ-дезаминаза Б-нуклеотидаза фосфорилаза мкМ/мг/мин мкл О2/ч 10-7М/мг мкМ/мг белка мгРн/2 ч Контроль В покое 15 мин. плавания Рф 5 час. плавания Рф 10,7±1,46 -   -   157±6 162±6 0,55 149±8 0,42 38,5±2,2 37,5±1,5 0,69 36,8±2,6 0,62 0,36±0,03 0,35±0,01 0,76 0,27±0,03 0,001 0,112±0,01     0,222±0,026 0,002 0,066±0,011     0,155±0,022 0,004 1,81±0,14         Родозин В покое Рк 15 мин. плавания Рф Рк 5 час. плавания Рф Рк 17,0±1,66 0,000             180±9 0,040 244±10 0,000 0,000 278±11 0,000 0,000 39,1±2,1 0,84 44,02±2,0 0,11 0,023 55,8±3,0 0,001 0,000 0,38±0,02 0,65 0,38±0,03 0,1 0,37 0,40±0,01 0,37 0,001                                 2,29±0,10 0,014             Пиридрол В покое Рк 15 мин. плавания Рф Рк 5 час. плавания Рф Рк 15,9±1,42 0,000             185±12 0,052 256±10 0,000 0,000 294±6 0,000 0,000 39,4±5,0 0,84 51,1±4,2 0,11 0,000 50,0±2,4 0,38 0,003 0,33±0,02 0,43 0,35±0,43 0,76 1,0 0,30±0,01 0,21 0,33           0,183±0,034   0,38           0,147±0,02   0,012 2,51±0,07 0,001             Таблица 11. Влияние родозина и пиридрола на процессы окислительного фосфорилирования скелетных мышц (субстрат окисления - α-кетоглюторат) и оптическую плотность взвеси митохондрий при дозированных мышечных нагрузках (средние из 5-7 наблюдений). Условия опыта Поглощение кислорода, мк/мг белка Убыль неорганич. фосфата, мкА/мг белка Р/О Дыхательный контроль (а/б) Оптическая плотность взвеси митохондрий, Δ∑/мг белка полная инкуб. система (а) неполная инкуб. система (б) Контроль В покое 15 мин. плавания Рф 5 час. плавания Рф 2,02±0,17 2,19±0,08   0,34 1,93±0,17   0,78 1,01±0,09       1,60±0,09   0,011 3,07±0,29   2,08±1,14 0,012 1,65±0,19   0,002 0,36±0,03   0,35±0,01 0,76 0,27±0,03   0,001 0,155±0,06   0,94±0,05 0,000 0,85±0,05   0,000 0,572±0,05   0,477±0,04 0,16 0,446±0,003   0,052 Родозин В покое Рк 15 мин. плавания Рф Рк 5 час. плавания Рф Рк 1,91±0,18 0,69 2,46±0,12   0,031 0,08 2,19±0,20   0,34 0,34 1,00±0,08 0,46         1,37±0,05   0,002 0,005 2,86±0,26 0,62 2,83±0,20   0,38 0,012 3,24±0,19   0,25 0,009 1,49±0,05 0,49 1,16±0,07   0,003 0,028 1,45±0,08   0,69 0,000 1,87±0,09 0,25         1,22±0,11   0,49 0,000 0,564±0,02 0,92 0,574±0,03   0,77 0,08 0,543±0,03   0,62 0,04 Пиридрол В покое Рк 15 мин. плавания Рф Рк 5 час. плавания Рф Рк 2,09±0,14 0,77 2,24±0,08   0,38 0,69 2,00±0,18   0,69 0,77 1,03±0,09 0,84         1,63±0,12   0,002 0,84 2,94±0,18 0,84 2,28±0,12   0,009 0,33 1,82±0,13   0,001 0,49 1,42±0,08 0,21 1,01±0,04   0,001 0,29 0,90±0,04   0,000 0,43 2,04±0,09 0,56         1,22±0,11   0,000 0,92 0,539±0,04 0,62 0,526±0,03   0,84 0,33 0,478±0,02   0,22 0,38

(Примечание: Неполная инкубационная система не соднржит гексокиназы и глюкозы.)

Таким образом, более выраженные сдвиги со стороны показателей углеводно-фосфорного обмена крыс в условиях физиологического покоя наступают после введения пиридрола; последний в отличие от родозина помимо вышеуказанных изменений снижает содержание в скелетных мышцах креатин-фосфата (КФ). (Аналогичные изменения - активизация гликолиза в скелетных мышцах, снижение содержания гликогена в печени и мышцах, увеличение концентрации сахара в крови и молочной кислоты в мышцах, повышение активности гексокиназы, фосфорилазы, лактатдегидрогеназы - описаны под влиянием фенамина (А. М. Тимофеева, 1941, 1943; М. И. Прохорова, Т. И. Давыдова, 1959), препаратов элеутерококка и левзеи (Б. Ю. Сальник, 1969).)

В результате активации гликолиза родозин и пиридрол создают резерв стимулирующих дыхание акцепторов фосфата и продуктов неполного окисления углеводов, что способствует более быстрому развертыванию аэробных процессов во время мышечной работы.

Переход от состояния покоя к интенсивной мышечной деятельности сопровождается резким усилением обмена веществ в организме. Нарушается характерное для покоя «устойчивое» состояние метаболических процессов в сторону усиления анаэробных реакций. Причины этого лежат в неполном удовлетворении кислородного запроса и частичном разобщении дыхания с фосфорилированием (В. А. Белицер, 1940; Н. Н. Яковлев, 19556, 1958), что в конечном итоге приводит к отрицательному балансу АТФ. Снижение содержания АТФ вызывает конформационные изменения контрактильных белков митхондриальных мембран и набухание митохондрий. При этом наблюдается понижение проницаемости их мембран для нуклеотидов и белкового фактора, усиливающего гликолиз, что приводит к возрастанию гликолитической активности в клетке (С. А. Нейфах и соавт., 1962).

В соответствии с изложенными представлениями мы наблюдали при кратковременной интенсивной мышечной работе (15-минутное плавание), протекающей в условиях недостаточного удовлетворения кислородного запроса организма, существенные сдвиги в энергетическом метаболизме (табл. 9, 12): в скелетных мышцах нарушается баланс фосфатных макроэргов, в частности, снижается содержание АТФ и КФ (на 23 н 44%), а также молярное отношение АТФ/АДФ; появляются значительные количества ранее отсутствовавшего инозинмоно-фосфата (ИМФ); наступает усиление гликолитических процессов, о чем свидетельствует повышение концентрации молочной кислоты в скелетных мышцах и крови (на 103 и 95%) с одновременным уменьшением содержания гликогена в печени и мышцах (на 18 и 47%).

В митохондриях, выделенных из скелетных мышц крыс, плававших 15 минут (табл. 11), наблюдается отчетливое разобщение процессов окисления и фосфорилирования. Снижение величины отношения убыли фосфора к убыли кислорода (Р/О) за счет уменьшения эстерификации неорганического фосфата, очевидно, не зависит от природы субстрата. Оно происходит при использовании в качестве субстрата окисления как смеси глютаминовой и яблочной кислот, окисление которых осуществляется через НАД-зависимую часть дыхательной цепи, так и а-кетоглютаровой кислоты, для которой характерно также и субстратное фосфорилирование на уровне сукцинил-КоА. Этот эффект, очевидно, обусловлен повышением проницаемости митохондриальных мембран, поскольку наступает снижение оптической плотности взвеси митохондрий (набухание) и усиление их АТФ-азной активности.

Наблюдаемое нами обратимое набухание митохондрий, очевидно, отражает лишь сопряженные механохимические процессы, происходящие в мышцах, и не связано с повреждением цепи переноса электронов, так как активность основных дыхательных ферментных систем — НАД. Н2-оксидазной, сукцинатоксидазной и цитохромной при этом существенно не изменяется (табл. 10).

Родозин препятствует нарушению энергетического метаболизма при кратковременной мышечной нагрузке. Как видно из табл. 9, на фоне действия родозина в мышцах не наблюдается существенных изменений в содержании адениннуклеотидов и КФ. В отличие от контрольной группы слабее проявляется интенсификация гликолитических процессов, что, по-видимому, отчасти обусловлено активацией под влиянием родозина гликолиза в скелетных мышцах в состоянии относительного покоя.

Поскольку мышечная работа на фоне действия родозина сопровождается более ранним переключением организма на энергетическое обеспечение за счет аэробных окислительных Реакций, мы предположили, что этот эффект в определенной степени обусловлен расширением круга окисляемых субстратов за счет использования липидов.

Соответствующие эксперименты подтвердили это предположение. Как видно из табл. 13, кратковременная мышечная нагрузка у контрольных животных не сопровождается существенными изменениями липидного обмена. Очевидно, возникновение кислородной задолженности в этих условиях препятствует использованию липидов, способных окисляться лишь в аэробных условиях, и энергетическое обеспечение мышечной деятельности осуществляется в основном за счет углеводов. После введения родозина наблюдается, во-первых, более ранняя мобилизация липидов из жировых депо, на что указывает повышение липолитической активности жировой ткани и увеличение концентрации в крови основной транспортной формы липидов — неэстерифицированных жирных кислот; во-вторых, усиливается использование липидов тканями, о чем свидетельствует увеличение содержания липидов в печени и их Гюдного числа.

Поступление липидов в печень имеет важное значение в энергетическом обмене, поскольку в этом органе липиды окисляются до легко утилизируемых веществ, которые при выходе из печени используются мышцами (С. М. Лейтес, 1954).

Таким образом, наблюдаемая при кратковременной мышечной работе под влиянием родозина стабилизация уровня фосфатных макроэргов зависит, очевидно, от более ранней интенсификации окислительных процессов и сопряженного с ними аэробного фосфорилирования.

Плавание крыс в течение 15 минут на фоне действия пиридрола (табл. 9, 17) сопровождается несколько менее (по сравнению с исходным фоном) выраженными изменениями содержания АТФ, КФ, молочной и пировиноградной кислот в скелетных мышцах и крови. Сравнение полученных данных с соответствующими показателями обмена у животных контрольной группы показывает, что пиридрол не препятствует нарушению энергетического метаболизма при кратковременной мышечной нагрузке. Препарат повышает активность сукцинатоксидазной и цитохромной систем (табл. 10), не оказывая существенного влияния на эффективность аэробного фосформирования (табл. 11).

По мере продолжения работы умеренной интенсивности благодаря произошедшей перестройке в деятельности органов дыхания и кровообращения наступает «устойчивое» или близкое к нему состояние метаболических процессов, которое харастеризуется уменьшением кислородного долга, снижением в связи с этим интенсивности гликолиза и гликогенолиза, превалированием аэробных реакций (Н. Н. Яковлев, 19556, 1961). Как видно из таблиц 9—12, после 2 часов плавания у контрольных крыс уменьшается отрицательный баланс фосфатных макроэргов в скелетных мышцах, повышается коэффициент окислительного фосфорилирования (по сравнению с кратковременной нагрузкой), оставаясь все же на 24% ниже исходного фона; частично нормализуется концентрация молочной кислоты в мышцах и крови, менее интенсивно расходуется гликоген мышц (по-видимому, вследствие улучшения условий для ресинтеза, а также активации использования гликогена печени и липидов).

Выполнение нагрузки на фоне действия родозина по сравнению с контролем характеризуется лучшим сохранением баланса макроэргических фосфатов и снижением интенсивности гликолитических процессов; транспорт электронов по дыхательной цепи и сопряженные с ним процессы фосфорилирования сохраняются в пределах нормы.

Влияние родозина на липидный обмен в условиях «устойчивого состояния» (табл. 13) сравнительно невелико, хотя у животных, получавших препарат, в большей степени, чем в контроле, выражено увеличение концентрации НЭЖК в крови, общего содержания липидов в печени, мышцах и крови (в основном за счет повышения уровня фосфолипидов), а также степени десатурации жирных кислот.

Наиболее значительные метаболические изменения наблюдаются при удлинении срока плавания до 5 часов (табл. 9—13). У крыс контрольной группы в скелетных мышцах снижается содержание АТФ на 17% и КФ на 38%, а также молярное соотношение АТФ/АДФ, что свидетельствует о преобладании распада АТФ над ее ресинтезом. Уменьшается активность ферментных систем дыхательной цепи. Наступает вторичное усиление гликолитических процессов (повышение концентрации молочной кислоты в мышцах на 46% и крови на 51%, снижение содержания гликогена в мышцах на 64%, печени на 93% и сахара в крови на 21%). (При цитологическом исследовании на обзорных препаратах печени крыс после 5-часового плавания (Н. М. Тихонова, С. Г. Чердынцев, Р. А. Пичурина, 1971) видны очаги свежих кровоизлияний в паренхиме. Встречаются заметно увеличенные гепатоциты, некоторые из которых содержат по два ядра. Цитохимически в гепатоцитах всех долек выявлено незначительное содержание гликогена, в том числе и в увеличившихся клетках. Лишь по периферии долек, особенно вблизи триады и собирательных вен, попадаются единичные гепатоциты, богатые гликогеном. Последний локализован в мелких одинаковой величины гранулах. Количество ядрышек в гепатоцитах увеличено (нередко до пяти), но пиронинофилия многих из них снижена, по сравнению с интактньши животными. ) Однако в отличие от кратковременной работы, при которой аналогичные изменения наступают вследствие несоответствия потребности организма в кислороде и возможностью ее удовлетворения, при длительном утомлении они обусловлены ограничением транспорта электронов по дыхательной цепи. Действительно, в работающих мышцах крыс контрольной группы активность сукцина-токсидазной и цитохромной систем ниже, чем при работе, протекающей в условиях «устойчивого состояния» (на 32 и 20%: соответственно), а активность НАД. Н₂-оксидазы даже ниже исходного фона (на 24%). За счет уменьшения убыли неорганического фосфата резко снижены величины коэффициента дыхательного фосфорилирования Р/О и контроля дыхания митохондрий системами фосфорилирования. Интенсивность потребления кислорода митохондриями в среде, где отсутствуют акцепторы фосфата, выше, чем в покое при аналогичных условиях, тогда как в полной инкубационной среде потребление кислорода митохондриями, выделенными из работающих мышц, не отличается от нормы (табл. 11). Следовательно, при длительной мышечной нагрузке в митохондриях мышц нарушается способность регулировать интенсивность дыхания в зависимости от наличия в среде акцепторов фосфата.

Одной из возможных причин разобщения процессов окисления и фосфорилирования в митохондриях скелетных мышц контрольных животых после 5-часового плавания может быть наквпление неэстерифицированных жирных кислет, так как к этому времени наблюдается значительное увеличение их концентрации в крови при сниженной величине йодного числа липидов печени. По-видимому, в этих условиях мобилизация НЭЖК превышает возможности их дальнейшего окисления. В результате профилактического введения родозина у животных опытной группы содержание макроэргических фосфатов, коэффициент окислительного фосфорилирозания и активность НАД. Н₂-оксидазной системы в скелетных мышцах близки к исходному фону, а активность сукцинатоксидазной и цитохромной систем превышает норму. В меньшей степени, чем в контроле, активируются гликолитические процессы. На это указывает менее выраженное образование молочной кислоты в мышцах и большая стабильность содержания в них гликогена. (На препаратах печени животных, получавших родозин, как и в контроле, видны небольшие очаги свежих кровоизлияний в паренхиму. Однако общее содержание гликогена в органе более высэкое, чем у контрольных животных. Он сохранен в группах гепатоцитов, иногда в гепатоцитах целой балки.

Таким образом, родозин способствует более ранней активации ферментных систем, катализирующих реакции аэробного окисления и сопряженного с ним фосфорилирования, и сохранению высокой степени активности этих ферментов при длительной работе, приводящей животных к утомлению. Механизм этого эффекта, очевидно, включает стабилизацию ультраструктуры митохондрий.)

В пользу такого предположения свидетельствуют, во-первых, результаты опытов с определением оптической плотности взвеси митохондрий мышц. Как известно, существует тесная связь между степенью сопряженности процессов окислений и фосфорилирования и состоянием митохондриальной структуры (Leninger, 1956, 1966; Green, 1959, 1964; В. П. Скулачев, 1962, 1969). Набухание, лабилизация, дезорганизация митохондриальных структур приводит к увеличению доли «свободного» окисления.

В процессе мышечной нагрузки наблюдается набухание митохондрий: оптическая плотность взвеси митохондрий мышц через 15 минут плавания понижается на 17%, а после 5 часов — на 23%, что указывает на повышение проницаемости митохондриальных мембран. В опытах с родозином оптическая плотность остается в пределах исходного фона (табл. 11).

Во-вторых, родозин оказывает нормализующее влияние на величину дыхательного контроля, который характеризует способность митохондрий регулировать скорость дыхания в зависимости от присутствия в среде акцепторов фосфата и позволяет судить о функциональном состоянии митохондрий.

Наконец, наиболее убедительные доказательства влияния родозина на состояние ультратонкой организации мышечного волокна были получены с помощью электронной микроскопии.

Для электронномикроскопических исследований после декапитации крыс икроножную мышцу освобождали от кожных покровов, поверхностной фасции и в течение двух минут орошали холодным фиксатором, состоящим из 2%-ного раствора четырехокиси осмия, разведенного на 0,32 М растворе барбитал-ацетатного буфера (рН 7,4). Кусочки мышц извлекали лезвием безопасной бритвы и переносили на 2 часа в свежий фиксатор, затем их обезвоживали в спиртах и заливали в метакрилат по общепринятой методике (Реазе, 1963). Ультратонкие срезы контрастировали 2%-ным водным раствором фосфорно-вольфрамовой кислоты. Снимки сделаны на электронном микроскопе УЭМВ-100 В.

Рис. 12. Участок мышечного волокна интактной крысы. Видны митохондрии, располагающиеся на уровне дисков. увел. 50000×.

Поскольку наиболее значительные изменения в энергетическом обмене наблюдались при длительной мышечной нагрузке и именно этот фон оказался наилучшим для выявления действия родозина, электронномикроокопические исследования проводили лишь в условиях 5-часового плавания. Оказалось, что после такой нагрузки наиболее выраженные изменения наблюдаются в митохондриях и Т-системе, в меньшей степени страдают миофибриллы и саркоплазматический ретикулум.

Как видно из рис. 12—14, митохондрии скелетных мышц крыс после 5-часового плавания резко отличаются по своей субмикроскопической организации от митохондрий интактных животных; целостность наружных мембран местами нарушена, кристы сохранены лишь в незначительной части митохондрий. Платность матрикса снижена, структура его гомогенна. Общее количество митохондрий и их локализация существенно не изменены.

Рис. 13. Митохондрия скелетной мышцы интактной крысы. Увел. 70000×.

В миофибриллах изменения протофибрилл (в основном актиновых) наблюдаются на тех участках, где располагаются митохондрии с измененной субмикроскопической организацией.

У животных, получавших родозин (рис. 15), наблюдается увеличение числа и размеров митохондрий как по периферии волокна, так и в центре, между миофибриллами. Особенности субмикроскопической организации этих митохондрий свидетельствуют о высокой их функциональной активности (увеличение количества крист и их размеров, отсутствие изменений со стороны наружных мембран). Матрикс имеет несколько меньшую плотность по сравнению с нормой, но значительно более высокую, чем в контроле.

Саркоплазматический ретикулум и Т-система, а также субмикроскопическая организация миофибрилл существенно не изменены. Обращает на себя внимание обилие рибосом вокруг ядра и митохондрий, что свидетельствует об активно протекающем белковом синтезе.

Рис. 14. Митохондрия скелетной мышцы крысы после 5 часов плавании Наружные митохондриальные мембраны разрыхлены, местами сотоикасч ются. Некоторые мембраны крист разрыхлены. В миофибриллах виден сетчатый рисунок, образованный толстыми протофибриллами. Тонкие нити не определяются. Увел. 95000×.

Таким образом, действующие вещества препаратов родиолы, очевидно, относятся к соединениям, способным регулировать интенсивность внутриклеточного метаболизма скелетных мышц в период их функциональной деятельности, создавая условия для более раннего наступления «устойчивого состояния» метаболических процессов в работающих мышцах и сохранения его в условиях, приводящих контрольных животных к утомлению. Механизм этого эффекта, по-видимому, обусловлен улучшением сопряжения транспорта электронов по дыхательной цепи и трансформации энергии окисления в фосфатные макроэргические связи, что создает условия для нормализации ультраструктуры митохондрий.

В противоположность родозину пиридрол не оказывает положительного влияния на энергетический обмен скелетных мышц при длительной работе (табл. 9, 10, 12). Как и в контрольной группе, имеет место снижение содержания АТФ и КФ, повышается активность АМФ-дезаминазы и 5-нуклеотидазы, что, очевидно, обусловливает дезаминирование и дефосфорилирование АМФ. Значительно возрастает интенсивность гликолитических процессов. На это указывает повышение концентрации молочной кислоты в мышцах и крови и резкое снижение содержания гликогена в мышцах и особенно в печени. (Гистологическая картина, обнаруженная на обзорных препаратах печени крыс, получавших пиридрол, аналогична наблюдаемой в контроле (см. сноску 10 на стр. 50). Цитохимически выявляется незначительное содержание гликогена в гепатоцитах центральных и средних отделов долек.)

Рис. 15. Участок мышечного волокна после введения родозина и 5 часов плавания. Видно большое количество крупных митохондрий (с большим числом крист), располагающихся между миофибриллами. Наружные митохондриальные мембраны не изменены. Увел. 20ООО×.

Под влиянием пиридрола уровень НЭЖК крови достоверно выше исходного, однако использование их в качестве источника энергии снижено. Об этом, в частности, свидетельствует уменьшение йодного числа липидов печени и мышц до величин, характерных для действия препарата в покое. Кроме того, значительно увеличено число липидов печени с одновременным уменьшением концентрации в ней фосфолипидов, что, очевидно, обусловлено снижением функциональных возможностей ткани печени и наступлением жировой инфильтрации. Таким образом, в отличие от родозина, вызывающего усиление мобилизации и использования липидов в качестве источников энергии при более экономном расходовании углеводных резервов организма, у животных, получавших пиридрол, активация липидного обмена сопровождается усилением расходования запасов гликогена.

В опытах с введением пиридрола в такой же степени, как и в контроле, увеличивается доля свободного окисления, не связанного с фосфорилированием макроэргических соединений. В скелетных мышцах выявлено достоверное снижение величины Р/О, дыхательного контроля и оптической плотности взвеси митохондрий (табл. 11).

Судя по результатам электронномикроскопических исследований (рис. 16) и определения оптической плотности взвеси митохондрий (табл. 11), пиридрол не препятствует нарушению структуры митохондрий скелетных мышц, подвергнутых воздействию утомительной физической нагрузки. Напротив, пиридрол усугубляет описанные изменения ультраструктуры мышечных клеток: в большинстве активно функционирующих митохондрий число крист меньше, чем в контроле, часть из них подвергалась лизису, сильнее проявляется просветление матрикса, в ряде случаев отмечается разрушение наружных митохондриальных мембран.

Все сказанное свидетельствует о том, что влияние пиридрола на мышечную деятельность (особенно при длительных нагрузках) сопровождается истощением энергетических резервов организма и нарушением структурной целостности митохондрий скелетных мышц.